
PHERAstar FSX
Powerful and most sensitive HTS plate reader
Unsere Lesegeräte sind unverzichtbar für ELISAs, die Quantifizierung von Nukleinsäuren, Proteinassays und mehr. Lesen Sie, wie unsere Lesegeräte präzise und zuverlässige Messungen liefern.
Im Allgemeinen bezeichnet der Begriff einen Prozess, bei dem Licht mit Materie in Wechselwirkung tritt. Wenn Licht auf eine Substanz trifft, die einen Teil des Lichts aufnimmt, spricht man von Absorption. Das absorbierte Licht geht dabei nicht verloren, sondern wird in Wärme oder chemische Energie umgewandelt, wenn das absorbierende Molekül angeregt wird. Die Absorption ist ein physikalischer Prozess, der uns im Alltag begegnet, beispielsweise wenn wir Farben sehen. Weißes Licht, wie das Sonnenlicht, enthält alle Farben des sichtbaren Lichts. Scheint weißes Licht, beispielsweise Sonnenlicht, auf grünes Gras, absorbiert das Gras alle Farben außer Grün. Das grüne Licht wird wieder emittiert und gibt dem Gras so seine Farbe.
In der Biologie und Chemie wird das Prinzip der Absorption genutzt, um absorbierende Moleküle in einer Lösung zu quantifizieren. Viele Biomoleküle absorbieren Licht selbst bei bestimmten Wellenlängen. So absorbieren Nukleinsäuren und Proteine UV-Licht, Chlorophyll absorbiert blaues und orange/rotes Licht und Hämoglobin absorbiert gelb-grünes Licht. Diese Analyten können ohne weiteres Verfahren quantifiziert werden – zumindest, wenn sie in einer Lösung mit geringer Hintergrundabsorption gefunden werden. Die Quantifizierung der Absorption ist jedoch nicht auf eine Handvoll absorbierender Moleküle beschränkt. Chemische Reaktionen helfen bei der Herstellung absorbierender Moleküle für die Quantifizierung. Diese Reaktionen hängen von einem bestimmten Substrat oder einem Enzym ab. Daher ist die Farbentwicklung (und Absorption) umso intensiver, je mehr der Verbindung bzw. des Enzyms in der Probe vorhanden ist. Weiter unten werden viele Beispiele für Absorptionsmessungen gegeben, von der Messung der Lebensfähigkeit von Zellen bis hin zur Bestimmung der Proteinkonzentration mit Proteinassays.
Traditionell wurden Absorptionsmessungen in einer Küvette durchgeführt. Dazu wird eine Lösung mit einem Analyten und bekannten Absorptionseigenschaften in eine Küvette gegeben. Ein Absorptionsmessgerät bestimmt die Absorption, indem es Licht mit bekannter Intensität durch die Probe schickt und die Intensität hinter der Probe misst. Das Licht, das den Detektor nicht erreicht hat, wurde entweder absorbiert oder gestreut. Der gestreute Anteil wird durch Messung geeigneter Leerwerte separat bestimmt und von diesem Wert abgezogen, um die reine Absorption der interessierenden Substanz zu erhalten.
Der Anteil des Lichts, der die Probe passieren kann, wird auch als Transmission bezeichnet und meist in Prozent angegeben (siehe Abb. 2). Je mehr Analyt sich in der Lösung befindet, desto mehr Licht wird von ihm absorbiert und desto geringer ist die Transmission. Die Extinktion hingegen ist der Teil des Lichts, der vom Analyten aufgenommen wurde. Sie ist der absolute Wert des Logarithmus (hoch 10) der Transmission1. Hier sind die mathematischen Gleichungen und einige Zahlen, um zu erklären, was mit Transmission und Absorption beschrieben wird:
Transmission: T =Iout /Iin
Absorptionsgrad: A =-log10T
Tabelle 1: Beispiele für Transmissions- und entsprechende Absorptionswerte
Übertragung | Absorption |
0,1 (oder 10%) | 1 OD |
0,01 (oder 1%) | 2 OD |
0,001 (oder 0,1 %) | 3 OD |
Nach einer Absorptionsmessung wird das Ergebnis als Wert in Transmission oder optischer Dichte angegeben. Da das Ziel der Messung jedoch die Quantifizierung einer Substanz in Lösung ist, stellt sich die Frage, wie sich das Signal in einen Konzentrationswert umrechnen lässt. Im Allgemeinen gibt es zwei Möglichkeiten: die Anwendung des Beer-Lambert-Gesetzes oder die Messung einer Standardkurve parallel zu Proben unbekannter Konzentrationen.
Das Beer-Lambert-Gesetz beschreibt den Zusammenhang zwischen Absorption, Weglänge und Konzentration einer absorbierenden Substanz.
A=c*d*ε
Geändert in c: c=A/(d*ε)
Beer-Lambert-Gesetz mit A - Absorptionsgrad, c - Konzentration, d - Weglänge, ε - Extinktionskoeffizient.
Es besagt, dass die Absorption linear zur Konzentration, multipliziert mit der Weglänge und dem Extinktionskoeffizienten², ist. Die Weglänge bezieht sich auf die Länge der Probe, die das Licht durchqueren muss. In einer Küvette beträgt die Weglänge beispielsweise standardmäßig 1 cm. Der Extinktionskoeffizient ist eine Substanz- und wellenlängenspezifische Konstante. Er gibt Auskunft darüber, wie stark die betreffende Substanz Licht bei einer bestimmten Wellenlänge absorbiert. Ein Beispiel: Der Massenextinktionskoeffizient für Rinderserumalbumin (BSA) beträgt 0,67 µl*cm-1*µg-1. Dementsprechend hat eine Lösung von 1 µg/µl BSA mit einer Schichtdicke von 1 cm eine Extinktion von 0,67 OD.
Das Beer-Lambert-Gesetz ist sehr hilfreich, da es die Quantifizierung absorbierender Substanzen ermöglicht, ohne dass weitere Reagenzien hinzugefügt werden müssen. Es unterliegt jedoch den im Folgenden dargelegten Einschränkungen.
So kann das Beer-Lambert-Gesetz nur verwendet werden, wenn
Wenn eines dieser Kriterien nicht zutrifft, besteht die Möglichkeit, den Analyten indirekt zu messen und/oder eine Standardkurve zu verwenden. Beispielsweise hängen kolorimetrische Assays zur Proteinquantifizierung, wie der Bradford-Assay, von einer Substanz ab, die die Absorption in Gegenwart von Proteinen erhöht. Dieser Anstieg wird sowohl in einer Standardkurve mit bekannten Proteinkonzentrationen als auch in Proben gemessen, sodass deren Konzentration berechnet werden kann.
Für die Messung der Lichtdurchlässigkeit bzw. Absorption wird zunächst Licht benötigt. Für die Absorptionsmessung können verschiedene Lichtquellen verwendet werden. Diese unterscheiden sich in dem von ihnen abgedeckten Spektralbereich, ihrer Intensität und der Stabilität des abgegebenen Lichts.
Wolfram-Halogen-Lampen decken den Bereich von 360 nm bis über 1000 nm ab und werden aufgrund ihrer Kosteneffizienz häufig verwendet. Xenon-Blitzlampen hingegen decken den Spektralbereich von 220 nm bis 1000 nm ab und erfassen somit auch den UV-Bereich. Damit ist die Detektion und Quantifizierung von Nukleinsäuren (260 nm) und Proteinen (280 nm) möglich. Die Absorptions-Mikroplatten-Reader von BMG LABTECH sind mit einer Xenon-Blitzlampe ausgestattet und bieten somit maximale Flexibilität, um jede Wellenlänge zwischen 220 und 1000 nm oder das gesamte Wellenlängenspektrum zu messen.
Die interessierenden Flüssigkeiten müssen entweder in eine Küvette oder in eine Mikroplatte überführt werden, um ihre Absorption zu messen. Das Material der Küvette und der Mikroplatte ist immer klar, um eine maximale Lichtdurchlässigkeit zu gewährleisten, da für den Forscher nur die Absorption der Lösung von Interesse ist. Es gibt jedoch verschiedene Materialien, die sich voneinander unterscheiden. Am häufigsten wird Polystyrol verwendet, das verändert werden kann, um spezifische Bindungseigenschaften für Zellkulturen oder ELISA-Anwendungen zu erzielen. Allerdings sind diese im UV-Bereich nicht durchlässig. Um die Absorption unter 400 nm zu messen, sind daher spezielle Platten aus zyklischem Olefin-Copolymer erforderlich.
Ein weiterer zu berücksichtigender Aspekt ist das für zuverlässige Absorptionsmessungen erforderliche Probenvolumen. Standardküvetten benötigen etwa 4,5 ml, Semi-Mikro-Volumen-Küvetten reduzieren das Volumen auf 1,5 ml und Mikro-Volumen-Küvetten kommen mit 70 µl aus. Die Küvettenmessung erfolgt horizontal: Licht wird von einer Seite in die Probe gerichtet und auf der gegenüberliegenden Seite wird das durchgelassene Licht erfasst. Daher bieten Küvetten eine standardisierte Schichtdicke von 1 cm. Dies ist einer der Hauptunterschiede zu Mikroplattenmessungen, da diese vertikal verlaufen (von oben nach unten oder von unten nach oben). Dementsprechend ändert sich die Schichtdicke mit dem Probenvolumen, sodass für ein Experiment gleiche Volumina verwendet werden müssen. Zusätzlich spielen Meniskuseffekte eine wichtige Rolle für die Schichtdicke bei Mikroplatten-Extinktionsmessungen. Dies wird in der HowTo Note: How to deal with path length and meniscus in microplates ausführlich erklärt. Messungen, die in der Mitte einer Mikroplattenvertiefung durchgeführt werden, haben bei Vorhandensein eines starken Meniskus einen viel kürzeren Weg als Messungen ohne Meniskus. Dies ist besonders wichtig, wenn die Beer-Lambert-Methode angewandt wird oder wenn die Menisken in einem Experiment stark variieren. In wässrigen Lösungen ist es möglich, meniskusabhängige Änderungen der Weglänge durch Ausnutzung der Absorption von Wasser zu korrigieren (Wasser-Peak-Weglängenkorrektur).
In der Regel werden 96-Well-Standardplatten mit einem Probenvolumen zwischen 100 und 300 µl verwendet. Dies entspricht einer ungefähren Schichtdicke von 2,9 bis 7,4 mm. Unter Umständen ist es notwendig, das Volumen der wertvollen Probe weiter zu reduzieren, ohne Kompromisse bei der Schichtdicke einzugehen. Zu diesem Zweck können Halbflächenplatten oder Platten mit höherer Dichte verwendet werden. Diese haben eine kleinere Fläche, aber die gleiche Höhe wie Standardplatten mit 96 Vertiefungen. Somit bieten sie eine hohe Schichtdicke bei geringerem Volumen.
Um Absorptionsmessungen durch unerwünschte Absorption von Pufferkomponenten, durch die Platte und durch Lichtstreueffekte zu korrigieren, wird parallel zu den Proben ein Leerwert gemessen. Ein geeigneter Blank enthält alle Bestandteile des Assays mit Ausnahme des Analyten. Im Umkehrschluss bedeutet dies, dass ein Blank mit PBS oder Wasser oft nicht ausreichend ist.
Ein besonderes Augenmerk sollte auf die Partikel in den untersuchten Proben und Blindproben gelegt werden. Partikel streuen das Licht, wodurch weniger Licht den Detektor erreicht und der gemessene Extinktionswert erhöht wird. Wenn sich Partikel in der Lösung bewegen, werden sie erkannt, sobald sie den Lichtweg blockieren. Bewegen sie sich aus dem Detektionspfad heraus, werden sie nicht gemessen. Dieses Phänomen erhöht die Variabilität der Absorptionsdaten. Wenn sich die Partikel nicht aus den gemessenen Lösungen entfernen lassen, empfiehlt es sich, einen größeren Bereich der Mikroplattenvertiefung für die Absorptionsmessung abzudecken. Diese Funktion bieten alle BMG LABTECH-Geräte für Absorptionsmessungen.
Nachdem das transmittierte Licht die Probe passiert hat, muss es detektiert werden. In Mikroplatten-Readern werden üblicherweise zwei verschiedene Arten von Detektoren verwendet: entweder eine Photomultiplier-Röhre (PMT) oder ein CCD-Spektrometer. Bei PMT-basierten Systemen muss die Wellenlänge vor der Detektion ausgewählt werden. Dies geschieht durch optische Filter oder Monochromatoren, die die gewünschte Wellenlänge auswählen, bevor das Licht auf die Probe geleitet wird. Das durchgelassene Licht mit der gewünschten Wellenlänge erreicht dann den PMT. Dieser verstärkt das Signal des durchgelassenen Lichts und liefert eine Spannung, die dessen Intensität angibt. Um die Absorption über einen Wellenlängenbereich zu erfassen, verwenden PMT-basierte Systeme einen Monochromator, der nacheinander die gewünschte Wellenlänge für jeden Punkt im Spektrum auswählt und misst.
Dies ist der Hauptunterschied zum zweiten Typ von Absorptionsdetektoren: dem Spektrometer. Es spaltet das durchgelassene Licht in verschiedene Wellenlängen auf, die auf einen CCD-Detektor gerichtet werden. Dieser erfasst die Intensität aller Wellenlängen auf einmal. So können sowohl Spektren als auch Messungen einzelner oder weniger Wellenlängen in ähnlich kurzer Zeit erfasst werden. Die Geräte von BMG LABTECH verwenden beispielsweise UV/vis-Spektrometer für Absorptionsmessungen, die ein ganzes Spektrum (220–1000 nm) in weniger als einer Sekunde erfassen.
Bei Messungen im UV-Bereich, wie sie für Nukleinsäuren oder NADH erforderlich sind, müssen unbedingt UV-transparente Platten verwendet werden. Andernfalls ergibt die Absorptionsmessung bei allen Proben eine maximale Absorption.
Die Schichtdicke in Küvetten ist auf 1 cm normiert, während sie sich in Mikroplatten je nach Volumen und Plattenformat ändert. Daher ist die in Mikroplatten gemessene Absorption in der Regel niedriger als die in Küvetten gemessene Absorption der gleichen Lösung. Wenn wässrige Lösungen gemessen werden, kann die Messung in der Mikroplatte auf 1 cm normiert werden, indem die Weglängenkorrektur für den Wasserpeak verwendet wird . Die Bestimmung der Weglänge ermöglicht außerdem die Berechnung der Analytkonzentrationen mit dem Beer-Lambert-Gesetz.
Für Messungen in einer Mikrotiterplatte wird empfohlen, immer das gleiche Volumen zu verwenden, um für alle Proben die gleiche Schichtdicke zu erhalten. Bei Proben mit einem Meniskus kann die Schichtdicke jedoch trotz Verwendung desselben Volumens unterschiedlich sein. Auch in diesem Fall kann die Weglängenkorrektur für den Wasserpeak bei wässrigen Lösungen verwendet werden, um das Problem zu lösen oder die Weglänge für Beer-Lambert-Berechnungen zu bestimmen.
Alles, was sich im Lichtweg befindet, erhöht die gemessene Extinktion. Häufig sind dies Luftblasen in der Probe, Kondensation auf einem Deckel, Staub, Kratzer oder Fingerabdrücke auf dem Boden der Platte. Es empfiehlt sich daher, die Platte kurz vor der Messung zu überprüfen.
Viele Absorptionsmessungen zielen darauf ab, die Konzentration von Proteinen in Lösung zu bestimmen. Es gibt mehrere kolorimetrische Methoden zur Messung des Gesamtproteingehalts einer Probe. Dies ist erforderlich, um Proteinproben vor nachgeschalteten Anwendungen wie Western Blots oder Immunpräzipitationen zu normalisieren. In unserem Blog-Artikel "Proteinmessung: Finden Sie eine geeignete Methode" finden Sie detaillierte Beschreibungen von Bradford-, BCA- und anderen Methoden sowie Tipps, die Ihnen bei der Auswahl helfen.
Nukleinsäuren und ihre Bestandteile zeigen eine natürliche Absorption bei 260 nm. Ohne jegliche Probenvorbereitung oder Färbeverfahren können Absorptionsmessungen bei dieser Wellenlänge zur schnellen und einfachen Bestimmung der DNA/RNA-Konzentration genutzt werden . Durch zusätzliche Messungen bei anderen Wellenlängen wie 230 nm, 280 nm oder 340 nm kann die Reinheit der Nukleinsäuren weiter bewertet werden.
Mithilfe der Absorption ist es auch möglich, ein bestimmtes Protein in Lösung zu quantifizieren. Eine beliebte Methode ist der Enzymimmunoassay (ELISA). Dabei bindet ein in der Vertiefung der Mikrotiterplatte immobilisierter Antikörper spezifisch an das betreffende Protein und fängt es in der Platte ein. Ein zweiter Antikörper, der ebenfalls spezifisch für das interessierende Protein ist, bindet an das eingefangene Protein und kann von einem sekundären, enzymhaltigen Antikörper erkannt werden. Je mehr Protein von Interesse in der Probe vorhanden ist, desto mehr Enzym wird in der Vertiefung der Mikroplatte gebunden. Ein vom Enzym in ein Chromophor umgewandeltes Substrat kann schließlich durch Absorption gemessen werden und gibt Aufschluss über die Menge des in der Probe vorhandenen spezifischen Proteins3.
Kolorimetrische Assays, die schnell und kostengünstig Aufschluss über die Zellgesundheit geben, sind sehr beliebt. Bei Verwendung einer Mikroplatte können zudem viele Bedingungen gleichzeitig getestet werden. Absorptionsbasierte Methoden beruhen hauptsächlich auf der Fähigkeit stoffwechselaktiver Zellen, Substrate wie MTT oder Resazurin zu reduzieren. Deren reduzierte Formen weisen eine Absorption bei bestimmten Wellenlängen auf und geben somit Aufschluss über die Stoffwechselaktivität einer Zellprobe – ein Merkmal, das häufig von der Zelllebensfähigkeit beeinflusst wird. In unserem Blogbeitrag zur Zelllebensfähigkeit werden kolorimetrische und andere Methoden zur Messung der Zellgesundheit im Detail beschrieben.
Der Absorptionsmessmodus von Mikroplatten-Readern und Photometern bestimmt die Vermehrung von Bakterien und Hefen, indem die „optische Dichte bei 600 nm” (OD₆₀₀) gemessen wird. Streng genommen wird in diesem Messmodus für diese Anwendung die Lichtstreuung und nicht die Absorption gemessen. Die Partikel (Bakterien oder Hefen) in mikrobiellen Suspensionen streuen das Licht: Je mehr Mikroben in der Lösung vorhanden sind, desto mehr Licht wird gestreut. Das bedeutet, dass weniger Licht den Detektor erreicht und die gemessene Transmission geringer ist. Somit wird bei einer höheren Anzahl von Mikroben eine höhere Absorption berechnet, obwohl diese Veränderung nur durch eine Zunahme der Lichtstreuung und nicht durch eine spezifische Absorption bei 600 nm verursacht wird.
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